L. A. Elíades et al.: Micobiota alcalino-tolerante descomponedora de Distichlis spicata

Elíades, Lorena A.

*; Natalia Ferreri

; Ana M. Bucsinszky

;

Mario C. N. Saparrat

1,3,4

; Marta N. Cabello

1,2

Instituto de Botánica Carlos Spegazzini (FCN y M-UNLP) 53 #477, (1900), La Plata, Argentina.

Comisión de Investigaciones Científicas de la Provincia de Buenos Aires.

Instituto de Fisiología Vegetal (INFIVE), Universidad Nacional de La Plata (UNLP), CCT, La Plata. Consejo

Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (CONICET), Diag. 113 y 61, CC 327, (1900) La Plata,

Argentina.

Cátedra de Microbiología Agrícola, Facultad de Ciencias Agrarias y Forestales, UNLP, 60 y 119, (1900)

La Plata, Argentina.

* Autor corresponsal: lorenaeliades@yahoo.com.

Recibido: 25/03/14 – Aceptado: 12/06/14

Micobiota alcalino-tolerante descomponedora de

restos de Distichlis spicata (Poaceae) en suelos

alcalinos de la provincia de Buenos Aires: habilidad

enzimática

Resumen — Elíades, Lorena A.; Natalia Ferreri; Ana M. Bucsinszky; Mario C. N. Sapa-

rrat; Marta N. Cabello. 2014. “Micobiota alcalino-tolerante descomponedora de restos de

Distichlis spicata (Poaceae) en suelos alcalinos de la Provincia de Buenos Aires: habilidad

enzimática”. Lilloa 51 (1). Distichlis spicata (L.) Greene (pasto salado; Poaceae) es la especie

vegetal dominante que crece en la antigua albúfera platense de suelos alcalino/sódicos en el

distrito de Magdalena (Provincia de Buenos Aires, Argentina). Se recolectaron plantas secas

de D. spicata provenientes de la cobertura del suelo en dos muestreos (otoño y primavera

2009) y se procesaron para aislar y caracterizar la micobiota asociada. Se determinó la

habilidad enzimática de aislamientos seleccionados para producir enzimas: α-ramnosidasa y β-

glucosidasa en cultivos líquidos y amilasas, proteasas, celulasas y quitinasas en cultivos só-

lidos. El objetivo de esta contribución es aportar conocimiento de la comunidad fúngica aso-

ciada a hojarasca de D. spicata (Poaceae) procedente de suelos salino/sódicos y de sus ca-

pacidades enzimáticas. En este trabajo se amplía en 8 el número de especies colonizadoras

de hojas de D. spicata. Diez especies mostraron capacidades enzimáticas alcalinas con po-

tencialidades de uso tecnológico.

Palabras clave: Habilidad enzimática, hongos de hojarasca, medio alcalino, suelos sódicos.

Abstract — Elíades, Lorena A.; Natalia Ferreri; Ana M. Bucsinszky; Mario C. N. Sap-

arrat; Marta N. Cabello. 2014. “Alkali-tolerant mycobiota of Distichlis spicata (Poaceae) litter

in alkaline soils from Buenos Aires Province: enzymatic ability”. Lilloa 51 (1). Distichlisspicata

(L.) Greene (salt grass, Poaceae) is the dominant plant species growing in alkali/sodic soils

in the district of Magdalena (Province of Buenos Aires, Argentina). Dried plants of D. spicata

from land cover were collected in two sampling (autumn and spring 2009) and processed to

isolate and characterize the associated mycobiota. A screening for α–rhamnosidase, β–glu-

cosidase, amylases, proteases, cellulases and chitinases in selected isolates was made. The

aim of this contribution is to provide knowledge of the fungal community associated with D.

spicata (Poaceae) litter, from saline/sodic soils and their enzymatic abilities. This paper ex-

pands on 8 the number of species colonizing leaves of D. spicata. Ten species showed alkaline

enzymatic abilities with potential in several technological areas.

Keywords: Alkaline medium, enzymatic abilities, fungi, sodic soils.

Lilloa 51 (1): 46–53, 2014

INTRODUCCIÓN

Distichlis spicata (L.) Greene (pasto sala-

do; Poaceae) es la planta herbácea dominan-

te de la antigua albúfera platense de suelos

alcalino/sódicos en el distrito de Magdalena

(Provincia de Buenos Aires, Argentina). Es

una especie perenne que crece a partir de

extensos rizomas escamosos de color amari-

llento asociados a suelos alcalinos, caracte-

rizados como Natracualf según FAO (1968)

que posee un contenido de sodio entre 5.39

y 13.9 meq 100 g

-1

y pH de 6.8 a 9.6 (Sán-

chez et al.,1976; Ungar, 1974; Hansen et

al., 1976). Aunque D. spicata tiene uso

como forraje para el ganado vacuno princi-

palmente durante los meses julio, enero y

abril en respuesta a constituir un suplemento

alternativo, es el reservorio principal de ma-

teria orgánica para este tipo de suelo alcali-

no (Somlo et al., 1985). La actividad de es-

tos hongos en este ambiente condicionado

por la salinidad y/o pH sugiere la produc-

ción de enzimas que actúan a pH alcalino

las cuales tiene potencial para el desarrollo

de procedimientos biotecnológicos.

La acción descomponedora de los hon-

gos de suelo es esencial para el aporte de

materia orgánica en los ecosistemas de sue-

los salinos (Torzilli et al., 2006). La mico-

biota de suelos alcalinos de la Argentina ha

sido reportada por Cabello y Arambarri

(2002); Elíades et al. (2004, 2006). Elíades

et al. (2007) reportaron la micobiota de la

hojarasca de D. spicata en este ambiente, no

obstante no hay información sobre la habili-

dad de los representantes fúngicos asociados

a este sustrato vegetal para producir enzimas

alcalinas.

La presente contribución representa un

aporte al conocimiento de la comunidad fún-

gica asociada a hojas de D. spicata en des-

composición provenientes de suelos salino/

sódicos y su habilidad, para producir enzi-

mas relacionadas con la degradación de

materia orgánica y de interés en biotecnolo-

gía en condiciones de alcalinidad.

MATERIALES Y MÉTODOS

ÁREA DE ESTUDIO

El área de estudio corresponde a una

pradera salada de relieve negativo, dentro

del entorno llamado «antigua albufera pla-

tense» se encuentra en el distrito de Magda-

lena a 20 km al sureste de la ciudad de Mag-

dalena (35°11’S, 57°17’O) en la Provincia de

Buenos Aires (Argentina). El suelo de estas

zonas se clasifica como Natracualf, caracte-

rizado por un alto pH 9,6-10; baja cantidad

de materia orgánica 2,90-1,14% y alto con-

tenido de sodio 5,39 a 13,9 meq en 100 g de

suelo (Sánchez et al., 1976).

RECOLECCIÓN Y TRATAMIENTO

DE LAS MUESTRAS

Se recolectaron plantas secas de D. spi-

cata provenientes de la cobertura del suelo

en dos muestreos (otoño y primavera 2009).

Se separaron las hojas de las plantas y se

procesaron empleando dos métodos: i) Incu-

bación en cámara húmeda ii) fragmentación

y lavado de hojas de Distichlis según Elíades

et al. (2007). Las hojas enteras se incubaron

sobre papel de filtro hidratado, mientras que

las partículas de hojas lavadas se sembraron

sobre medio de cultivo agar harina de maíz

(CMA), ambos sistemas se incubaron a 25º

C y se observaron con microscopio estereos-

cópico semanalmente. Se identificaron y ais-

laron las especies fúngicas y se depositaron

en el Cepario del Instituto de Botánica Spe-

gazzini (LPSc). Se calcularon las frecuencias

de aparición de las diferentes especies fúngi-

cas (n° de partículas donde crece la especie

x / n° de partículas totales x 100) (Godeas,

1983). Las diferentes especies taxonómica-

mente determinadas y sus frecuencias de

aparición fueron utilizadas para calcular el

índice de biodiversidad (H’) Shannon-Weiner;

riqueza específica (S) y equitabilidad (J’)

(Magurran, 1988).

Submuestras representativas de hojas del

muestreo de primavera 2009 se procesaron

para su análisis químico según Marano et

al. (2013). El material foliar de Distichlis

utilizado reveló la siguiente composición

porcentual: materia orgánica, 84.8; materia

L. A. Elíades et al.: Micobiota alcalino-tolerante descomponedora de Distichlis spicata

seca digestible, 44.8; hemicelulosa, 40.6;

celulosa, 36.2; lignina, 10.0; proteína bruta,

5.9 y nutrientes K, 0.87; Ca, 0.3; P, 0.18.

Cultivo en diferentes medios y análisis enzi-

máticos.— Para determinar la habilidad en-

zimática se seleccionaron 10 cepas capaces

de tolerar altos pH, las cuales presentaron

altas frecuencias de aparición en los mues-

treos. Las especies fúngicas que producen

abundante esporulación se sembraron en

cajas de Petri (APG). Luego de 10 días de

incubación se obtuvieron conidios que fueron

resuspendidos en 10 ml de glicerol 20 % es-

téril y se congelaron a -10ºC.

Para las especies que no esporularon en

estos medios (P. minutissima, Sporormia

sp.) el inóculo consistió en discos de micelio

de 6 mm tomados de la zona de crecimiento

activo de la colonia, generalmente entre 4 y

6 días de cultivo.

Los experimentos se realizaron en medio

líquido para la determinación de activida-

des α-ramnosidasa y β-glucosidasa y en me-

dio sólido para las actividades amilolítica,

proteolítica, celulolítica y quitinolítica.

Determinaciones de actividad enzimática en

medio líquido.— Las cepas se cultivaron en

Erlenmeyer bajo agitación a 200 rpm, 28ºC

en medio líquido a base de harina de soja

(HS) el cual fue ajustado a pH 9.0 (Elíades,

2009). Transcurridos 15 días de cultivo los

sobrenadantes obtenidos por filtrado y centri-

fugación se utilizaron como fuente de enzi-

mas con actividad α-ramnosidasa y β-glu-

cosidasa las cuales fueron estimadas em-

pleando sustratos cromogénicosp-nitrofenil-

α-L-ramnopiranósido (pnp-Rha) y p-nitrofe-

nil-β-D-glucopiranósido (pnp-Glu) siguiendo

la metodología descripta por Elíades et al.

(2011). Estos compuestos al ser hidrolizados

desarrollan en medio alcalino un color ama-

rillo por la aparición del anión p-nitrofeno-

lato. El screening se realizó en placas micro-

titer. En cada celda se mezclaron 80 µl de

Tris-HCL 20 mM, pH 9.0; 10 µl de muestra,

10 µl de sustrato y 1.0 µl de azida de sodio

0,01%. Las placas se incubaron a 37ºC por

24 horas. Se hicieron blancos de muestra en

todos los casos y blancos de sustrato para,

en particular para el pnp-Glu el cual es más

inestable en medio alcalino.

Determinaciones de actividad enzimática

en medio sólido.— Se evaluó la habilidad

de 10 aislamientos para degradar almidón

(actividad amilolítica), caseína (actividad

proteolítica), carboximetilcelulosa (activi-

dad celulolítica) y ChitinAzure (actividad

quitinolítica) en placa (Elíades, 2009).

Para determinar actividad amilolítica, las

placas fueron reveladas con una solución de

Iodo al 1% en solución de KI 0,2 % luego de

3 -4 días de incubación. La presencia de

una zona amarilla alrededor de la colonia

fue indicador de actividad. La actividad ce-

lulolítica se reveló con Rojo Congo 0.2 %

luego de 5-7 días de incubación (Hankin y

Anagnostakis, 1975). La producción de pro-

teasas se detectó con solución de ácido tri-

cloroacético (TCA) al 10 %. La presencia de

un halo transparente alrededor de la colonia

indicó actividad positiva (Koneman y Rober-

ts, 1987).

Para verificar la actividad quitinolítica

correspondiente a la depolimerización de

Chitin Azure las placas se incubaron por 3

semanas a temperatura ambiente en un reci-

piente hermético con papel de filtro humede-

cido (cámara húmeda) de manera de evitar

la deshidratación del medio de cultivo.

Cuando ChitinAzure es depolimerizado se

observan zonas claras alrededor de la colo-

nia (Howard et al., 2003). En todas las

pruebas, la actividad se expresó semicuanti-

tativamente midiendo el halo de degradación

alrededor de la colonia y relacionándolo con

su tamaño: radio de la colonia + radio del

halo/ radio de la colonia.

Se realizaron tres replicas para cada espe-

cie y un control a pH 6.0. Cada placa se ino-

culó en su centro con un disco de 6 mm de

diámetro conteniendo micelio en crecimiento.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Como resultado de los muestreos de

mayo y septiembre de 2009 se aislaron e

identificaron un total de 32 taxa fúngicos. En

Lilloa 51 (1): 46–53, 2014

el primer muestreo (mayo) se aislaron 15

especies a partir de hojas enteras y 13 a par-

tir de partículas lavadas, en el segundo

muestreo se recuperaron 20 a partir de hojas

enteras y 18 a partir de partículas lavadas

(Tabla 1). Alternaria alternariae (Cooke)

Woudenberg & Crous, Cladosporium clados-

porioides (Fresen.) G. A. de Vries, Clonosta-

chys rosea (Link) Schroers, Samuels, Seifert

& W. Gams y Epicoccum nigrum Link, fueron

aisladas a partir del material del primer

muestreo empleando ambos sistemas de cul-

995

1000

953

949

930

940

971

943

946

994

953

930

940

961

936

Tabla 1. Frecuencias porcentuales de las especies fúngicas aisladas a partir de hojas enteras

y de partículas lavadas en dos muestreos y su contribución al índice de diversidad (H) Shan-

non-Weavner, riqueza específica (S) y equitabilidad (J’).

Alternaria alternariae (Cooke) Woudenberg & Crous

Bipolaris cynodontis (Marignoni) Shoemaker

Bipolaris sorokiniana (Sacc.) Shoemaker

Cladosporium cladosporioides (Fresen.) G.A. de Vries

Cladosporium herbarum (Pers.) Link

Clonostachys rosea (Link) Schroers, Samuels, Seifert & W. Gams

Colletotrichum dematium (Pers.) Grove

Epicoccum nigrum Link

Metarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokin

Myrothecium cinctum (Corda) Sacc.

Khuskia oryzae H.J. Huds

Penicillium sp.

Periconia minutissima Corda

Tetraplosphaeria tetraploa (Scheuer) Kaz. Tanaka & K. Hiray

Volutella ciliata (Alb. & Schwein.) Fr.

S= 15

J'= 0.84

H'= 2.29

Acremonium sp.

Alternaria alternariae (Cooke) Woudenberg & Crous

Aspergillus clavatus Desm.

Aspergillus terreus Thom

Cladosporium cladosporioides (Fresen.) G.A. de Vries

Clonostachys rosea (Link) Schroers, Samuels, Seifert & W. Gams

Epicoccum nigrum Link

Setosphaeria rostrata K.J. Leonard

Fusarium oxysporum Schltdl

Haematonectria haematococca (Berk. & Broome) Samuels & Rossman

Rhodotorula sp.

Trichoderma hamatum (Bonord.) Bainier

Trichoderma koningii Oudem

S=13

J'= 0.82

H'= 2.105

22.22

10.13

7.18

13.39

5.55

0.32

6.86

11.43

2.61

0.65

1.30

0.32

11.43

0.98

5.55

7.14

9.18

1.02

4.08

20.40

2.04

1.02

11.22

29.59

3.06

2.04

3.06

6.12

Muestreo de mayo

0.334

0.231

0.189

0.269

0.160

0.018

0.183

0.248

0.095

0.032

0.056

0.018

0.248

0.045

0.160

0.188

0.219

0.046

0.130

0.324

0.079

0.046

0.245

0.360

0.106

0.079

0.106

0.171

LPSC Especies

Frecuencia

(%)

Contribución

al H

(–pi log

pi)

HOJAS ENTERAS

LPSC

Especies

Frecuencia

(%)

Contribución

al H

(–pi log

pi)

PARTÍCULAS

L. A. Elíades et al.: Micobiota alcalino-tolerante descomponedora de Distichlis spicata

953

949

975

999

932

940

936

993

946

953

949

930

940

961

936

993

989

979

983

339

Tabla 1 (cont.). Frecuencias porcentuales de las especies fúngicas aisladas a partir de hojas

enteras y de partículas lavadas en dos muestreos y su contribución al índice de diversidad (H)

Shannon-Weavner, riqueza específica (S) y equitabilidad (J’).

Alternaria alternariae (Cooke) Woudenberg & Crous

Apiospora montagnei Sacc.

Arthrobotrys superba Corda

Cladosporium cladosporioides (Fresen.) G.A. de Vries

Cladosporium herbarum (Pers.) Link

Colletotrichum dematium (Pers.) Grove

Curvularia protuberata R.R. Nelson & Hodges

Setosphaeria rostrata K.J. Leonard

Curvularia ravenelii (M.A. Curtis ex Berk.)

Manamgoda, L. Cai & K.D. Hyde

Epicoccum nigrum Link

Haematonectria haematococca (Berk. & Broome) Samuels & Rossman

Fusarium sp1

Fusarium sulphureum Schltdl.

Metarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokin

Rhizopusstolonifer (Ehrenb.) Vuill.,

Myrothecium cinctum (Corda) Sacc.

Myxomycete Licea sp.

Periconia atra Corda

Tetraplosphaeria tetraploa (Scheuer) Kaz. Tanaka & K. Hiray.

Volutella ciliata (Alb. & Schwein.) Fr.

S=20

J'= 0.79

H'= 2.38

Alternaria alternariae (Cooke) Woudenberg & Crous

Apiospora montagnei Sacc.

Cladosporium cladosporioides (Fresen.) G.A. de Vries

Cladosporium herbarum (Pers.) Link

Clonostachys rosea (Link) Schroers, Samuels, Seifert & W. Gams

Epicoccum nigrum Link

Fusarium oxysporum Schltdl.

Haematonectria haematococca (Berk. & Broome) Samuels & Rossman

Metarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokin

Micelio estéril

Khuskia oryzae H.J. Huds.

Purpureocillium lilacinum (Thom)

Luangsa-ard, Houbraken, Hywel-Jones & Samson

Penicillium sp.

Rhodotorula sp.

Sporormia fimetaria (Rabenh.) De Not.

Sporormia sp.

Trichoderma hamatum (Bonord.) Bainier

Trichoderma koningii Oudem.

S=18

J'= 0.74

H'= 2.15

28.16

0.57

4.02

10.34

4.59

9.19

9.77

0.57

10.91

3.44

0.57

1.14

6.32

1.14

0.57

8.98

1.79

1.19

6.58

0.59

1.79

40.11

1.79

4.79

2.39

4.79

0.59

1.19

8.98

10.17

1.79

Muestreo de septiembre

0.356

0.029

0.129

0.234

0.141

0.219

0.227

0.029

0.241

0.116

0.029

0.051

0.174

0.051

0.029

0.216

0.072

0.052

0.179

0.030

0.072

0.366

0.072

0.145

0.089

0.145

0.030

0.052

0.216

0.232

0.072

LPSC

Especies

Frecuencia

(%)

Contribución

al H

(–pi log

pi)

HOJAS ENTERAS

LPSC

Especies

Frecuencia

(%)

Contribución

al H

(–pi log

pi)

PARTÍCULAS

Lilloa 51 (1): 46–53, 2014

tivo, mientras que Alternaria alternariae

(Cooke) Woudenberg & Crous, Apiospora

montagnei Sacc., Cladosporium cladospo-

rioides (Fresen.) G. A. de Vries, Cladospo-

rium herbarum (Pers.) Link, Epicoccum ni-

grum Link, Haematonectria haematococca

(Berk. & Broome) Samuels & Rossman, Me-

tarhizium anisopliae (Metschn.) Sorokîn se

aislaron a partir de ambos métodos de culti-

vo en septiembre. A base de la información

obtenida por Elíades et al. (2007) en hojas

de D. spicata de suelos salinos de Magdale-

na, Buenos Aires, 8 nuevos registros se adi-

cionaron a esta área de estudio (Bipolaris

sorokiniana Sacc. Shoemaker, Colletotri-

chum dematium (Pers.) Grove, Aspergillus

clavatus Desm., Trichoderma hamatum (Bo-

nord.) Bainier, Trichoderma koningii

Oudem, Apiospora montagnei Sacc, Arthro-

botrys superba Corda, Rhizopus stolonifer

(Ehrenb.) Vuill. Aunque especies como C.

cladosporioides, C. herbarum, C. rosea, F.

oxysporum, H. haematococca, Purpureoci-

llium lavendulum fueron encontrados tam-

bién en estos suelos alcalinos (Elíades et al.;

2006), la mayoría de los hongos aislados de

D. spicata provenientes de hojas lavadas y

de partículas no coinciden con la composi-

ción de la micobiota asociada a otros tipos

de suelos en la misma área de estudio (Ca-

bello y Arambarri, 2002; Elíades et al.,

2004, 2006). Esta asociación de hongos en

el material foliar de D. spicata con represen-

tantes característicos sugiere una micobiota

condicionada por este tipo de sustrato colec-

tado sobre un suelo salino de pH 10. En este

sentido, este material foliar puede ser una

fuente/reservorio clave de hongos fisiológi-

camente tolerantes y/o activos a pH alcalino

en comparación con aislamientos de áreas

con suelos neutros o ácidos. Fenice et al.

(1997) sugiere que el crecimiento y actividad

de los hongos y sus enzimas está estrecha-

mente relacionado con la composición físi-

co-química del hábitat, lo cual tiene signifi-

cado adaptativo y ecológico.

De las especies probadas en medio líqui-

do, P. minutissima y S. fimetaria mostraron

actividad α-ramnosidasa y B. cynodontis, C.

herbarum, C. protuberata, K. oryzae, P. mi-

nutissima, mostraron actividad β-glucosida-

sa (Tabla 2). Elíades et al. (2011) reporta-

ron previamente altos niveles de enzimas

con actividad de α-ramnosidasa y β-glucosi-

dasa en cultivos líquidos equivalentes de ais-

lamientos de Acrostalagmus luteo-albus,

Acremonium murorum, Cladosporium cla-

dosporioides, Clonostachys rosea, Micro-

phaeropsis olivacea, Sporormia fimetaria,

Stachybotrys chartarum y Paecilomyces lila-

cinus obtenidos a partir de suelos salino/só-

dico. Resultados similares obtuvo Rojas

(2004) con Acrostalagmus luteo-albus, espe-

cie aislada a partir de suelos alcalinos de

Magdalena, Buenos Aires. Sin embargo las

especies probadas en la presente contribu-

ción no han sido citadas como productoras

de estas enzimas previamente.

En medio sólido 4 especies (E. nigrum,

K. oryzae, P. minutissima, S. fimetaria) mos-

traron actividad celulolítica alcalina. Sapa-

rrat et al (2008) determinaron actividad ce-

lulolítica moderada en Periconia byssoides.

Ocho especies mostraron actividad proteo-

lítica (Tabla 2). Meenakshi (2004) determinó

que de 27 especies fúngicas probadas en su

capacidad de producir proteasas en placa a

pH 9.4, 14 mostraron actividad positiva.

Hankin y Anagnostakis (1975) señaló que las

especies de Fusarium, Aspergillus y Mucor

produjeron proteasas en ensayos en placa a

pH 6.0. Seis especies mostraron capacidad

para degradar almidón, Saleem et al. (2014)

demostraron la capacidad de diferentes espe-

cies fúngicas para producir amilasas a pH 6.0

detectando actividad moderada en una espe-

cie de Cladosporium. Cladosporium herba-

rum sin embargo en el presente trabajo no

evidenció actividad a pH alcalino. Entre las

especies probadas B. sorokiniana fue la única

especie que presentó actividad quitinolítica

bajo las condiciones del ensayo. La habilidad

de este aislamiento para sintetizar quitinasas

a pH alcalino, no reportado previamente,

abre un interrogante a su posible rol como

hongo entomopatógeno y potencial aplica-

ción en el control de insectos asociados a

ambientes alcalinos. Seidl (2008) señaló que

especies como Stachybotrys elegans y Metar-

hizium anisopliae expresan quitinasas especí-

L. A. Elíades et al.: Micobiota alcalino-tolerante descomponedora de Distichlis spicata

ficas donde la quitina fue suplementada en el

medio de cultivo.

Todos los aislamientos excepto Cladospo-

rium herbarum y Setosphaeria rostrata, pre-

sentaron actividad proteolítica a pH alcalino

siendo Bipolaris sorokiniana la especie que

mayor actividad proteolítica mostró (Tabla

2). No se detectaron diferencias en la habili-

dad de los aislamientos probados para produ-

cir las actividades enzimáticas ensayadas

bajo cultivo a pH 6.0 y 9.0 (datos nos mostra-

dos). En concordancia con los reportes de

Elíades (2009), estos resultados sustentan el

carácter halotolerante de estas especies con

capacidades hidrolíticas, y el rol de estos mi-

croorganismos en la degradación de materia-

les orgánicos (como material vegetal de (D.

spicata) pelo y estiércol vacuno, entre otros).

La degradación de restos vegetales tales

como hojarasca de Celtis tala (tala) y Scutia

buxifolia (coronillo) de la misma zona de

muestreo fue reportada por Saparrat et al.

(2008, 2010). Estos resultados, aunque preli-

B. cynodontis

(995)

B. sorokiniana

(1000)

C. herbarum

(949)

C. protuberata

(975)

S. rostrata

(999)

E. nigrum

(940)

K. oryzae

(979)

P. minutissima

(943)

S. fimetaria

(339)

Sporormia sp.

Tabla 2. Actividad enzimática extracelular de aislamientos fúngicos seleccionados bajo condi-

ciones alcalinas de cultivo (pH 9.0).

–

++++

–

Medio sólido

Aislamiento

LPSC

β-glucosidasa

Medio líquido

α-glucosidasa

Celulolítica

Proteolítica

Amilolítica

Quitinololítica

–

1.23 (±0.21)

1,35 (±0.11)

1.13 (±0.18)

1.33 (±0.09)

1,4 (±0.13)

2,13 (±0.17)

1,26 (±0.08)

1,18 (±0.10)

1,35 (±0.13)

1,24 (±0.15)

1,32 (±0.16)

1,13 (±0.07)

1,42 (±0.11)

1,5 (±0.18)

1,82 (±0.11)

1.18 (±0.16)

1.26 (±0.18)

1.32 (±0.08)

2,23 (±0.11)

minares, sustentan la existencia de hongos de

hojarasca con sistemas enzimáticos adapta-

dos a condiciones de salinidad/alcalinidad.

AGRADECIMIENTOS

Esta investigación forma parte del pro-

yecto 11/N651 UNLP, se realizó con el apoyo

financiero de la CIC, CONICET PIP 112

201101 0039, PIP 112 201101 00391, FONC

y TPICT 501 2012.

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