Variación en el contenido de clorofilas, carotenos y antocianos en agallas inducidas por Neolithus spp. (Hemiptera: Psyllidae) sobre Sapium haematospermum (Euphorbiaceae)
Palabras clave:
Sapium, psílido, agallas inducidas por insectos, antocianos, cyanidin, pigmento fotosintéticoResumen
Agudelo, Ignacio; Marcelo Wagner; Rafael Ricco. 2017. “Variación en el contenido de clorofilas, carotenos y antocianos en agallas inducidas por Neolithus spp (He- miptera: Psyllidae) sobre Sapium haematospermum (Euphorbiaceae)”. Lilloa 54 (2). Sapium haematospermum Müll. Arg. (Euphorbiaceae) es un árbol nativo de América del Sur que suele ser infestado por psílidos del género Neolithus, los cuales generan agallas en sus hojas. El insecto induce cambios anatómicos y bioquímicos que resultan en la formación de una nueva estructura con una disposición de tejidos característica que cumple la función de proteger al huésped. Se obtuvieron fotografías de agallas rojas, verdes y frutos. Se realizaron mediciones espectrofotométricas de clorofila a y b, carotenoides y antocianos totales sobre agallas rojas, verdes y hojas sanas. Se efectuaron cortes transversales para conocer la localización tisular de los pigmentos y se caracterizó el aglicón principal mediante métodos cromatográficos y espectroscópicos. Las agallas tuvieron una concentración de clorofilas totales y carotenoides mucho más baja que la de las hojas sanas. Los antocianos se encontraron únicamente en la epidermis de la agalla roja, donde se registró mayor concentración de estos compuestos, cuyo aglicón fue principalmente cianidina. La hoja sana y la agalla verde no tuvieron cantidades detectables de estos pigmentos. Las agallas registraron concentraciones menores de pigmentos fotosintéticos, lo que da idea del carácter de sumidero de fotoasimilatos de estas estructuras. Los antocianos corresponden a glicósidos de cianidina principalmente y se ubican en la epidermis externa; debido a esta localización cumplirían una función relacionada con la defensa aposemática frente a predadores y la protección frente a la radiación UV.
Descargas
Citas
Agati G., Azzarello E., Pollastri S., Tattini M. 2012. Flavonoids as antioxidants in plants: Location and functional significance. Plant Science 196: 67-76.
Bragança G. P., Oliveira D. C., Isaias R. M. D. S. 2016. Compartmentalization of Metabolites and Enzymatic Mediation in Nutritive Cells of Cecidomyiidae Galls on Piper arboreum Aubl. (Piperaceae). Journal of Plant Studies 6 (1): 11.
Cabrera A. L., Zardini E. M. 1979. Manual de la flora de los alrededores de Buenos Aires. Ed. Acme. Buenos Aires, 278 pp.
Castro A., Oliveira D., Moreira A., Lemos-Filho J., Isaias R. 2012. Source–sink relationship and photosynthesis in the horn-shaped gall and its host plant Copaifera langsdorffii Desf. (Fabaceae). South African Journal of Botany 83: 121-126.
Dias G. G., Moreira G. R. P., Ferreira B. G., Isaias R. M. D. S. 2013. Why do the galls induced by Calophya duvauae Scott on Schinus polygamus (Cav.) Cabrera (Anacardiaceae) change colors?. Biochemical Systematics and Ecology 48: 111-122.
Fernandes G., Coelho M., Lüttge U. 2010. Photosynthetic efficiency of Clusia arrudae leaf tissue with and without Cecidomyiidae galls. Brazilian Journal of Biology 70 (3): 723-728.
Gould K. S. 2004. Nature's Swiss Army Knife: The Diverse Protective Roles of Anthocyanins in Leaves. Journal of Biomedicine and Biotechnology 2004 (5): 314-320.
Guedes L. M., Aguilera N., Becerra J., Hernández V., Isaias R. M. D. S. 2016. Leaf and stem galls of Schinus polygamus (Cav.) Cabr (Anacardiaceae): Anatomical and chemical implications. Biochemical Systematics and Ecology 69: 266-273.
Haiden S. A., Hoffmann J. H., Cramer M. D. 2012. Benefits of photosynthesis for insects in galls. Oecologia 170 (4): 987-997.
Halbwirth H. 2010. The Creation and Physiological Relevance of Divergent Hydroxylation Patterns in the Flavonoid Pathway.International Journal of Molecular Sciences 11 (2): 595-621.
Harborne J. B. 1973. Phytochemical methods: A guide to modern techniques of plant analysis. Chapman & Hall, London, 64 pp.
Hartley S. E. 1998. The chemical composition of plant galls: are levels of nutrients and secondary compounds controlled by the gall-former?. Oecologia 113 (4): 492-501.
Huang M. Y., Lin K. H., Yang M. M., Chou H. M., Yang C. M., Chang Y. T. 2011. Chlorophyll Fluorescence, Spectral Properties, and Pigment Composition of Galls on Leaves of Machilus thunbergii. International Journal of Plant Sciences 172 (3): 323-329.
Huang M. Y., Huang W. D., Chou H. M., Chen C. C., Chang Y. T., Yang C. M. 2014. Herbivorous insects alter the chlorophyll metabolism of galls on host plants. Journal of Asia-Pacific Entomology 17 (3): 431-434.
Korus A. 2012. Effect Of Preliminary And Technological Treatments On The Content Of Chlorophylls And Carotenoids In Kale (Brassica Oleracea var. acephala). Journal of Food Processing and Preservation 37 (4): 335-344.
Lahitte H. B. 1998. Plantas medicinales rioplatenses: plantas nativas y naturalizadas utilizadas en medicina popular en la región del Delta del Paraná, Isla Martín García y Ribera Platense. Editorial L.O.L.A. Buenos Aires.
Lee J., Rennaker C., Wrolstad R. E. 2008. Correlation of two anthocyanin quantification methods: HPLC and spectrophotometric methods. Food Chemistry 110 (3): 782-786.
Lichtenthaler H. K., Wellburn A. R. 1983. Determinations of total carotenoids and chlorophyllsaandbof leaf extracts in different solvents. Biochemical Society Transactions 11 (5): 591-592.
Markham K. R. 1982. Techniques of flavonoid identification. Academic Press. London, 51 pp.
Nyman T., Julkunen-Tiitto R. 2000. Manipulation of the phenolic chemistry of willows by gall-inducing sawflies. Proceedings of the National Academy of Sciences 97 (24): 13184-13187.
Oliveira D. C. D., Isaias R. M. D. S., Moreira A. S. F. P., Magalhães T. A., Lemos-Filho J. P. D. 2011. Is the oxidative stress caused by Aspidosperma spp. galls capable of altering leaf photosynthesis?. Plant Science 180 (3): 489-495.
Peña M. R., Pensiero J. F. 2003. Contribución de la flora en los hábitos alimentarios de las aves de un bosque del centro de la Provincia de Santa Fe, Argentina. Ornitología Neotropical 14: 499-513.
Rand K., Bar E., Ari M. B., Davidovich-Rikanati R., Dudareva N., Inbar M., Lewinsohn E. 2017. Differences in Monoterpene Biosynthesis and Accumulation in Pistacia palaestina Leaves and Aphid-Induced Galls. Journal of Chemical Ecology 43 (2): 143-152.
Schneeberger M. E. 1973. Alteraciones Anatómicas en Hojas de Sapium Haematospermum Muell. Arg. ("Curupi") Originadas por Agallas. Natura Neotropicalis 1 (4): 61-72.
Shorthouse J. D., Rohfritsch O. 1992. Biology of insect-induced galls. Oxford University Press. New York, pp. 60-86.
Steyn W. J., Wand S. J. E., Holcroft D. M., Jacobs G. 2002. Anthocyanins in vegetative tissues: a proposed unified function in photoprotection. New Phytologist 155 (3): 349-361.
Stone G. N., Schönrogge K. 2003. The adaptive significance of insect gall morphology. Trends in Ecology and Evolution 18 (10): 512-522.
Vanderauwera S. 2005. Genome-Wide Analysis of Hydrogen Peroxide-Regulated Gene Expression in Arabidopsis Reveals a High Light-Induced Transcriptional Cluster Involved in Anthocyanin Biosynthesis. Plant Physiology 139 (2): 806-821.
Wellburn A. R., Lichtenthaler H. 1984. Formulae and Program to Determine Total Carotenoids and Chlorophylls A and B of Leaf Extracts in Different Solvents. Advances in Photosynthesis Research Vol 2 9-12 pp. Martinus Nijhoff. Países Bajos.
White T. C. R. 2010. Why do many galls have conspicuous colours? An alternative hypothesis revisited. Arthropod-Plant Interactions 4 (3): 149-150.
